Abteilung „Optische Nanoskopie“

Die Lichtmikroskopie hat sich in den letzten Jahrzehnten als unverzichtbares Instrument in den Lebenswissenschaften und den Materialwissenschaften etabliert. Ihre Stärke liegt in der Möglichkeit, eine dreidimensionale Darstellung aus dem Inneren von hinreichend transparenten Proben zu gewinnen. Die konventionelle Lichtmikroskopie leidet unter der Einschränkung, dass ihre Auflösung aufgrund der Wellennatur des Lichts auf 200-300 nm begrenzt ist. Damit bleiben wichtige Größenskalen wie z. B. die Skala einzelner Moleküle verschlossen.

Die hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie umgeht diese Limitierung und bedient sich hierzu eines Tricks. Die Eigenschaften fluoreszierender Markermoleküle werden derart ausgenutzt, dass die Informationen, die sich innerhalb des Bereichs eines verwaschenen Lichtflecks befinden, sequentiell ausgelesen werden können.

Innerhalb der Lebenswissenschaften hilft die optische Nanoskopie beim Erkennen von Strukturen und Funktionen in lebenden Zellen. Damit eröffnen sich einmalige Möglichkeiten zum Verständnis der dort ablaufenden molekularen Prozesse.

Dieser Erkenntnisgewinn ist einer der Schlüssel für das Verständnis von Krankheiten und damit für die Entwicklung von diagnostischen Verfahren, neuen Medikamenten und für deren therapeutischen Einsatz.

Im technischen Bereich liegen Anwendungsgebiete in der Simulation von Atom- und Molekülsystemen mit Hilfe von Kolloidsystemen oder der Untersuchung der Selbstorganisation von Nanostrukturen. Die Größe der verwendeten Kolloide ist nicht mehr durch das Beugungslimit beschränkt und steht somit als wichtiger Kontrollparameter zur Verfügung. Weiterhin können die grundlegenden Prinzipien der Nanoskopie nicht nur zum Beobachten, sondern auch zum Verändern einer Probe eingesetzt werden, zum Beispiel im Bereich der Lithographie von kleinen Strukturen unterhalb der Beugungsgrenze für die Herstellung von Computerchips.

Die im dritten Quartal des Jahres 2010 gegründete Abteilung „Optische Nanoskopie“ widmet sich der anwendungsorientierten Grundlagenforschung im Rahmen der „Fluoreszenzmikroskopie unterhalb der Beugungsgrenze“ und erweitert deren Methodenspektrum. Hierbei liegt der Schwerpunkt auf zwei komplementären Verfahren der hochaufgelösten Fluoreszenzmikroskopie im Fernfeld:

Collage zur optischen Nanoskopie in Zellen. Konventionelle beugungslimitierte fluoreszenz-mikroskopische Aufnahme (links im Hintergrund) und Schemazeichnung (rechts) von Zellorganellen. Lupen (links, Vordergrund) zeigen nanoskopische Aufnahmen von Mikrotubuli (oben) und Mitochondrien (unten) mit Aufösungen im Bereich von nur einigen 10 Nanometern

STED-Mikroskopie

Der Schlüssel zur Umgehung der Beugungsgrenze mit freipropagierenden Lichtstrahlen liegt darin, die Eigenschaften der Markermoleküle derart auszunutzen, dass sie von einem hellen, also detektierbaren Zustand in einen dunklen, also nicht detektierbaren Zustand oder umgekehrt überführt werden.

Dies geschieht in einer solchen Art und Weise, dass der Bereich, innerhalb dessen die Markermoleküle im hellen Zustand sind, räumlich eingeschränkt wird.

Das STED (Stimulated Emission Depletion, stimulierte Fluoreszenzlöschung)-Prinzip verwendet den Prozess der stimulierten Emission, um Fluoreszenzmarker vom hellen angeregten elektronischen Zustand S1 in den dunklen elektronischen Grundzustand S0 zu überführen.

Um den Bereich, in dem Marker fluoreszieren können, jenseits des Beugungslimits zu verkleinern, werden ein beugungslimitierter Anregungsfokus und ein donut-förmiger STED-Fokus überlagert. Mit dem Ersten wird ein Ensemble von Markermolekülen angeregt, mit dem Zweiten werden die Moleküle über den Prozess der stimulierten Emission so schnell wieder „ausgeschaltet“, dass sie kein Fluoreszenzphoton emittieren können.

Nur in der Mitte des STED-Donuts, an der die STED-Intensität Null ist, können die Moleküle noch fluoreszieren.

Zur Bilderstellung wird dieser fluoreszierende Spot, dessen Ausdehnung von der Intensität des STED-Strahls abhängt und theoretisch beliebig verkleinert werden kann, über die Probe gerastert.

Übergänge zwischen dem elektronischen Grundzustand S0 und dem ersten angeregten Zustand S1

Überlagerung eines beugungslimitierten Anregungsfokus (grün) mit einem donut-förmigen STED-Fokus (rot)

isoSTED-Mikroskopie

Die isoSTED-Mikroskopie ist eine geschickte Kombination aus STED- und 4Pi-Mikroskopie und verkleinert den konfokalen (zigarrenförmigen) Lichtfokus auf eine Kugel von nur 30 nm Durchmesser. Dies entspricht einer Reduzierung des fokalen Volumens um drei Größenordnungen [Schmidt et al., 2009].

Die gleichzeitige kohärente Verwendung von zwei sich gegenüberstehenden Objektiven (4Pi-Konfiguration) ermöglicht hierbei die nahezu isotrope Auflösung in allen drei Raumrichtungen.

Überlagerung eines beugungslimitierten Anregungsfokus (grün) mit einem donut-förmigen STED-Fokus (rot)

Mit diesem „3D-Nanoskop“ war es erstmals möglich, das Innere von Mitochondrien (den Kraftwerken der Zelle) in intakten Zellen mit dem Lichtmikroskop aufzulösen [Schmidt et al., 2008].

So konnte in ungekannter Schärfe die Verteilung von zwei Proteinen, von denen das eine Cluster in der Mitochondrienmembran bildet, während das andere im Inneren zu finden ist, abgebildet werden.

Verteilung der Proteine Tom20 (rot) und mtHsp70 (grün) in Mitochondrien. (Bild: Schmidt & Egner / MPIbpc)

Weiterführende Informationen

STED-Mikroskopie
  • Internetseite der Abteilung NanoBiophotonik am MPI für biophysikalische Chemie: http://www.nanoscopy.de
  • S. W. Hell (2007):
    „Nanoskopie mit fokussiertem Licht“
    Physik Journal 6 (12), 47 – 53
  • S. W. Hell (2008):
    „Microscopy and its focal switch“
    Nature Meth. 6 (1), 24 – 32, Perspective, Special Feature, see Method of the year 2008
  • S. W. Hell (2009):
    „Far-Field Optical Nanoscopy“
    In: Single Molecule Spectroscopy in Chemistry, Physics and Biology. Springer (Berlin, Germany), 365 – 398
isoSTED-Mikroskopie
  • R. Schmidt, C. A. Wurm, S. Jakobs, J. Engelhardt, A. Egner, S. W. Hell (2008):
    „Spherical nanosized focal spot unravels the interior of cells“
    Nature Meth. 5 (6), 539 – 544
  • R. Schmidt, C. A. Wurm, A. Punge, A. Egner, S. Jakobs, S. W. Hell (2009):
    „Mitochondrial Cristae Revealed with Focused Light“
    Nano Lett. 9 (6), 2508-2510
  • S. W. Hell, R. Schmidt, A. Egner (2009):
    „Diffraction-unlimited three-dimensional optical nanoscopy with opposing lenses“
    Nature Photonics 3, 381 – 387

SMS-Mikroskopie

Die hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie nutzt die spektralen Eigenschaften von Markermolekülen aus, um das Beugungslimit zu umgehen. Im Gegensatz zum ensemblebasierten Ansatz (wie z. B. bei der STED-Mikroskopie) geschieht dies bei der SMS (Single Marker Switching)-Mikroskopie auf Einzelmolekülbasis. Einzelne Marker werden zufällig aus einer Vielzahl von Molekülen, die sich in einem dunklen Zustand befinden, herausgegriffen und in einen hellen, also einen detektierbaren, Zustand überführt. Aus dem beugungslimitierten Fluoreszenzbild dieses einzelnen Moleküls, das räumlich und zeitlich von den Fluoreszenzbildern anderer Moleküle getrennt ist, lässt sich seine Position bestimmen. Die Lokalisationsgenauigkeit ist hierbei besser als das Beugungslimit und skaliert mit √N, wobei N die Anzahl der detektierten Photonen ist.

Nachdem das Molekül wieder in einen dunklen Zustand überführt wurde, wird dieser Prozess des Anschaltens, Auslesens und Ausschaltens von stochastisch ausgewählten Markern hinreichend oft wiederholt; das Histogramm aller bestimmten Markerpositionen ergibt dann das hochaufgelöste SMS-Bild.

Prinzip der SMS-Mikroskopie. Links: Nur wenige Marker in der Probe sind im hellen Zustand, so dass ihre beugungslimitierten Bilder auf dem Detektor nicht überlappen. Die lokalisierten Positionen werden in ein Histogramm eingetragen. Mitte: Nachdem die im ersten Zyklus ausgelesenen Marker ausgeschaltet wurden, werden neue angeschaltet und lokalisiert. Rechts: Dies wird wiederholt, bis ausreichend viele Markerpositionen registriert sind, um das Objekt zu rekonstruieren

4Pi-SMS-Mikroskopie

Ein SMS-Bild ergibt sich im einfachsten Fall aus dem Histogramm von hinreichend vielen Markerpositionen, wobei jede einzelne Position aus dem beugungslimitierten Fluoreszenzbild eines einzelnen Emitters berechnet wird. Bei der dreidimensionalen Lokalisation stellt insbesondere die axiale Lokalisierung eine Herausforderung dar. Das 4Pi-SMS-Mikroskop meistert diese, indem es zur Fluoreszenzdetektion zwei gegenüberliegende Objektive kohärent verwendet [Aquino et al., 2011]. Eine Analyse von mindestens drei, mit unterschiedlicher relativer Phase erzeugten, Interferenzbildern pro Marker ermöglicht seine axiale Lokalisation mit sehr hoher Genauigkeit.

Das 4Pi-SMS-Mikroskop erlaubt eine Lokalisation besser als 10 nm in allen drei Raumrichtungen und dies über einen ausgedehnten axialen Bereich von ca. 650 nm. Zusätzlich bietet es die Möglichkeit, unterschiedliche Spezies von Markermolekülen, z. B. spektral, zu unterscheiden.

Links: xy-SMS-Bild von Mikrotubuli (rot) und von Peroxisomen (blau) in einer intakten PtK2 Zelle. Größenbalken: 1 µm. Rechts: gleicher Ausschnitt mit farblicher Codierung der axialen Position (Bild aus [Aquino et al., 2011])

Weiterführende Informationen

SMS-Mikroskopie
  • S. W. Hell:
    „Microscopy and its focal switch“
    Nature Meth. 6 (1), 24 – 32, Perspective, Special Feature, See Method of the year 2008
  • A. Egner, C. Geisler, C. von Middendorff, H. Bock, D. Wenzel, R. Medda, M. Andresen, A. C. Stiel, S. Jakobs, C. Eggeling, A. Schönle, S. W. Hell:
    „Fluorescence nanoscopy in whole cells by asynchronous localization of photoswitching emitters“
    Biophys. J. 93, 3285 – 3290, 2007
  • C. Geisler, A. Schönle, C. von Middendorf, H. Bock, C. Eggeling, A. Egner, S. W. Hell:
    „Resolution of Lambda /10 in fluorescence microscopy using fast single molecule photo-switching“
4Pi-SMS-Mikroskopie
  • D. Aquino, A. Schönle, C. Geisler, C. v. Middendorff, C. A. Wurm, Y. Okamura, T. Lang, S. W. Hell, A. Egner:
    „Two-color nanoscopy of three-dimensional volumes by 4Pi detection of stochastically switched fluorophores“, Nature Methods, 8 (4), 353 – 359, 2011
  • S. W. Hell, A. Egner:
    „Diffraction-unlimited three-dimensional optical nanoscopy with opposing lenses“,  Nature Photonics 3, 381 – 387, 2009
  • C. v. Middendorff, A. Egner, C. Geisler, S. W. Hell, A. Schönle:
    „Isotropic 3D Nanoscopy based on single emitter switching“
    Opt. Expr. 16 (25), 20774-20788, 2008

Produkte und Dienstleistungen

Auftragsforschung Nanoskopie

  • Suchen Sie nach Lösungen für ein lichtmikroskopisches Problem?
  • Wünschen Sie sich einen Dienstleister, der Ihr Forschungsbudget kundenorientiert und zuverlässig nach Ihren Wünschen in Lösungen umsetzt?
  • Brauchen Sie schnell einen Prototypen, der genau Ihren Anforderungen entspricht?

Unser Team steht Ihnen mit seinen umfangreichen Erfahrungen, Kompetenzen und technischen Möglichkeiten im Bereich der optischen Nanoskopie zur Verfügung. Kein Bereich der Auftragsforschung ist uns fremd.

Typische Aufgaben:

  • Beratung zu messtechnischen Fragestellungen
  • Erstellung von Machbarkeitsstudien
    o Entwicklung einer geeigneten Labellingstrategie
    o Bestimmung des für die Anwendung optimalen Nanoskopieverfahrens
  • Durchführung lokaler Untersuchungskampagnen
  • Bereitstellung von Equipment
  • Entwicklung von problem- und kundenorientierten Messverfahren
  • Prototypentwicklung

Unser Team ist für jede neue Herausforderung bereit. 

Kontaktieren Sie uns!

Wir freuen uns darauf, maßgeschneiderte Nanoskopie- und Mikroskopie-Lösungen für Ihre Probleme zu entwickeln.

Ansprechpartner:

Abteilungsleiter
Apl. Prof. Dr. Alexander Egner
„Optische Nanoskopie“

Tel.: +49(0)551/5035-35
Fax: +49(0)551/5035-99
alexander.egner@ifnano.de

Abteilungsmitarbeiter

Apl. Prof. Dr. Alexander Egner

Abteilungsleiter

E-Mail: alexander.egner@ifnano.de
Tel.: +49 551 5035-35

Dr. Claudia Geisler

Mitarbeiterin

E-Mail: claudia.geisler@ifnano.de
Tel.: +49 551 5035-65

Dr. René Siegmund

Mitarbeiter

E-Mail: r.siegmund@ifnano.de
Tel.: +49 551 5035-64

Debadrita Ghosh

Doktorandin

E-Mail: debradrita.ghosh@ifnano.de
Tel.: +49 551 5035-64

Parul Jain

Doktorandin

E-Mail: parul.jain@ifnano.de
Tel.: +49 551 5035-63

Julia Kratz

Doktorandin

E-Mail: julia.kratz@ifnano.de
Tel.: +49 551 5035-67

Veröffentlichungen

Publikationen

T. Staudt, T. Aspelmeier, O. Laitenberger, C. Geisler, A. Egner, A. Munk:
Statistical Molecule Counting in Super-Resolution Fluorescence Microscopy: Towards Quantitative Nanoscopy, Statistical Sciences 35 (1), 92 – 111 (2020)

B. Vinçon, C. Geisler, A. Egner:
Pixel hopping enables fast STED nanoscopy at low light dose, Optics Express 28 (4), 4516 – 4528 (2020)

J.-R. Krüger, J. Keller-Findeisen, C. Geisler, A. Egner:
Tomographic STED microscopy, Biomedical Optics Express 11(6), 3139 – 3163 (2020)

Buchbeiträge

A. Egner, C. Geisler, R. Siegmund:
STED nanoscopy, In: Nanoscale Photonic Imaging, T. Salditt et al. (eds.), Topics in Applied Physics 134, Springer International Publishing (2020)

Konferenzbeiträge

  • B. Vinçon, C. Geisler, A. Egner:
    Ultrafast Switchable Depletion Patterns for tomoSTED Microscopy Generated by Conical Diffraction, Focus on Microscopy 2019, London, Großbritannien (04.2019)
  • A. Egner:
    isoSTED microscopy in living cells, International Symposium on Nanoscale Photonic Imaging, Venedig, Italien (03.2019)
  • A. Egner:
    Quantitative Microscopy, Cluster of Excellence (EXC 171) & DFG Research Center (FZT 103) – CNMPB Final Symposium, Göttingen (08.2019)
  • C. Geisler:
    Optical Nanoscopy: Imaging beyond the diffraction limit, CINSat Autum Colloquium 2019, Universität Kassel, Kassel (10.2019)
  • C. Geisler, R. Kowarsch, P. Jain, C. Rembe, A. Egner:
    Hochauflösende Reflexionsmikroskopie mittels Absorptionsmodulation, – Photonic Net – Forum MikroskopieTrends ’19, Göttingen (12.2019)

Publikationen

  • R. Kowarsch, C. Geisler, A. Egner, C. Rembe:
    Superresolution reflection microscopy via absorbance modulation: A theoretical study,
    Opt. Ex. 26 (5) (2018)
  • B. Roubinet, M. Bischoff, S. Nizamov, S. Yan, C. Geisler, S. Stoldt, G. Y. Mitronova, V. N. Belov,
    M. L. Bossi, S. W. Hell:
    Photoactivatable Rhodamine Spiroamides and Diazoketones Decorated with “Universal Hydrophilizer” or Hydroxyl Groups, J. Org. Chem. 83, 12 (2018)
  • E. Neubert, D. Meyer, F. Rocca, G. Günay, J. Grandke, A. Kwaczala-Tessmann, S. Senger-Sander, C. Geisler, A. Egner, M. Schön, L. Erpenbeck, S. Kruss:
    Chromatin swelling drives neutrophil extracellular trap release, Nature Communications 9,1:3767 (2018)

Konferenzbeiträge

  • A. Egner:
    Lichtblicke in die Nanowelt – Neue Methoden der Lichtmikroskopie überlisten die Beugung, Saturday Morning Lecture, Universität Hannover (01.2018)
  • K. Soliman, F. Rocca, R. Siegmund, C. Geisler, A. Egner:
    STED nanoscopy: imaging beyond the diffraction limit of light, 23rd Dubai International Pharmaceuticals and Technologies Conference and Exhibition DUPHAT 2018, Dubai (02.2018)J.-R. Krüger, B. Vinçon, C. Geisler, A. Egner:
    Overcoming the resolution barrier by STED microscopy, SPIE Optics + Photonics, Nanoscience + Engineering, Nanoimaging and Nanospectroscopy VI, San Diego, CA, USA (08.2018)
  • D. Köhne, C. Geisler, P. Simon, A. Egner:Novel STED-assisted nanostructuring method for subtractive sub-diffraction writing, SPIE Optics + Photonics, Nanoscience + Engineering, Nanoimaging and Nanospectroscopy VI, San Diego, CA, USA (08.2018)
  • R. Kowarsch, C. Geisler, A. Egner, C. Rembe:
    Modeling superresolution reflection microscopy via absorbance modulation, SPIE Optics + Photonics, Nanoscience + Engineering, Nanoimaging and Nanospectroscopy VI, San Diego, CA, USA (08.2018)
  • A. Egner:
    Subdiffraction-resolution fluorescence imaging, SFB 1286 Symposium ‘Advanced microscopy & biomedicine meets NanoSIMS’, Göttingen (10.2018)

Konferenzbeiträge

  • R. Siegmund, C. Geisler, A. Egner:
    IsoSTED microscopy in living cells, SFB 755 Winterschool 2017,
    Hirschegg Kleinwalsertal, Österreich, (02.2017)
  • J.-R. Krüger, J. Keller-Findeisen, C. Geisler, A. Egner:
    Tomographic STED microsopy, CNMPB-Retreat,
    Bad Sooden-Allendorf (02.2017)
  • F. Rocca, N. Mazkereth, J. Krüger, C. Geisler, A. Egner, Z. Fishelson:
    Two-Color STED microscope for the analysis of stress-induced interaction between
    mitochondrial chaperone mortalin and the plasma membrane attack complex,
    Focus on Microscopy 2017, Bordeaux, France (04.2017)
  • J. Krüger, J. Keller-Findeisen, B. Vincon, C. Geisler, A. Egner:
    Tomographic STED microscopy, Focus on Microscopy 2017,
    Bordeaux, France (04.2017)
  • H. Mittelstädt, C. Geisler, A. Egner:
    Single marker switching microscope with isotropic resolution over large axial range,
    SPIE Optics + Photonics, Nanoscience + Engineering, Nanoimaging and Nanospectroscopy V,
    San Diego, CA, USA (08.2017)
  • J.-R. Krüger, J. Keller-Findeisen, C. Geisler, A. Egner:
    Tomographic STED microscopy,
    SPIE Optics + Photonics, Nanoscience + Engineering,
    Nanoimaging and Nanospectroscopy V, San Diego, CA, USA (08.2017)
  • A. Egner:
    Optical nanoscopy: Decoding the building blocks of life beyond the diffraction barrier, XXXI.
    AHMT Symposium 2017, Clausthal-Zellerfeld (09.2017)
  • A. Egner:
    Optical nanoscopy and statistics: Towards the optimum resolution, Statistics Meets Friends – from biophysics to inverse problems and back, Göttingen (11.2017)
  • A. Egner:
    Tomographic STED Microscopy, Forum MikroskopieTrends ´17, Göttingen (12.2017)

Publikationen

  • A. Gucek, J. Jorgacevski, P. Singh, C. Geisler, M. Lisjak, N. Vardjan, M. Kreft, A. Egner, R. Zorec:
    „Dominant negative SNARE peptides stabilize the fusion pore in a narrow, release-unproductive state“, Cell. Mol. Life Sci. (2016).
  • S. J. Sahl, F. Balzarotti, J. Keller-Findeisen, M. Leutenegger, V. Westphal, A. Egner, F. Lavoie-Cardinal, A. Chmyrov, T. Grotjohann, S. Jakobs:
    „Comment on „extended-resolution structured illumination imaging of endocytic and cytoskeletal dynamics“. Science 352 (6285), 527-527, (2016)
  • N. Mazkereth, F. Rocca, J. Schubert, C. Geisler, Y. Hillman, A. Egner, Z. Fishelson:
    „Complement triggers relocation of Mortalin/GRP75 frommitochondria to the plasma membrane”, Immunobiology, (2016)

Konferenzbeiträge

  • H. Grefe, C. Geisler, A. Egner:
    Novel 3D single marker switching microscope with isotropic resolution over large axial range,
    SPIE Photonics West 2016, Single Molecule Spectroscopy and Superresolution Imaging IX,
    San Francisco, USA (02.2016)
  • A. Egner:
    New developments in optical nanoscopy, International Symposium 2016 „Biological Dynamics from Microscopic to Mesoscopic Scales“, Grimma (02.2016)
  • R. Siegmund, C. Geisler, A. Egner:
    isoSTED microscopy in living cells, International Symposium 2016 „Biological Dynamics from Microscopic to Mesoscopic Scales“, Grimma (02.2016)
  • H. Mittelstädt, C. Geisler, A. Egner:
    Single Marker Switching Microscope with Isotropic Resolution over Large Axial Range, Focus on Microscopy 2016, Taipei, Taiwan (03.2016)
  • J. Schubert, J. Keller-Findeisen, C. Geisler, B. Vincon, A. Egner:
    Low-intensity STED microscope with increased image brightness and uncompromised resolution,
    80. Jahrestagung der DPG und DPG-Frühjahrstagung, Regensburg (03.2016)
  • A. Egner:
    Super-resolved fluorescence microscopy: Principle and applications of STED microscopy, BioImaging Symposium 2016, München (04.2016)
  • D. Köhne, C. Geisler, P. Simon, A. Egner:
    Principles and applications of optical switching assisted imaging and structuring schemes, International Conference on Physics 2016, New Orleans, USA (06.2016)
  • A. Egner, J. Schubert, C. Geisler, B. Vincon:
    Low-intensity STED microscope with increased image brightness and uncompromised resolution,
    SPIE Nanoscience + Engineering, Nanoimaging and Nanospectroscopy IV,
    San Diego, USA (08.2016)
  • A. Egner:
    Super-resolved fluorescence microscopy: Principle and applications of STED microscopy,
    623th Wilhelm and Else Heraeus-Seminar on „Cellular Dynamics“, Bad Honnef (09.2016)
  • R. Siegmund, F. Rocca, C. Geisler, A. Egner:
    isoSTED microscopy in living cells, International Symposium 2016 „Biological Dynamics from Microscopic to Mesoscopic Scales“, Grimma (02.2016)
  • A. Egner, A. Munk:
    Statistical reconstruction methods for time varying nanoscale imaging problems,
    International Symposium 2016 „Biological Dynamics from Microscopic to Mesoscopic Scales“,
    Grimma (02.2016)
  • B. Vinçon, J.-R. Krüger, C. Geisler, A. Egner:
    Ultrafast switchable depletion patterns for STED microscopy generated by conical diffraction, 623th Wilhelm and Else Heraeus-Seminar on „Cellular Dynamics“, Bad Honnef (09.2016)
  • F. Rocca, N. Mazkereth, J.-R. Krüger, C. Geisler, A. Egner, Z. Fishelson:
    Complement triggers relocation of Mortalin/GRP75 from mitochondria to the plasma membrane, 623th Wilhelm and Else Heraeus-Seminar on „Cellular Dynamics“, Bad Honnef (09.2016)

Publikationen

  • A. Hartmann, S. Huckemann, J. Dannemann, O. Laitenberger, C. Geisler, A. Egner, A. Munk:
    Drift Estimation in sparse sequential dynamic imaging: with application to nanoscale fluorescence microscopy, J. R. Stat. Soc. B, doi: 10.1111/rssb.12128 (2015)
  • T. Aspelmeier, A. Egner, A. Munk:
    Modern Statistical Challenges in High-Resolution Fluorescence Microscopy, Annu. Rev. Stat. Appl. 2, 163–202 (2015)

Konferenzbeiträge

  • R. Siegmund, C. Geisler, F. Rocca, C. A. Wurm, S. Jakobs, A. Egner:
    Three Dimensional IsoSTED Microscopy In Living Cells, Focus on Microscopy 2015, Göttingen (03.2015)
  • O. Laitenberger, A. Hartmann, C. Geisler, A. Munk, A. Egner:
    Statistical Drift Estimation And Correction Methods For Single Marker Switching Based Microscopy, Focus on Microscopy 2015, Göttingen (03.2015)
  • H. Grefe, C. Geisler, A. Egner:
    Novel 3D Single Marker Switching Microscope With Isotropic Resolution Over Large Axial Range, Focus on Microscopy 2015, Göttingen (03.2015)
  • A. Egner, C. Geisler, H. Grefe, J. Schubert:
    Developments in fluorescence nanoscopy, Optics + Photonics, Nanoimaging and Nanospectroscopy III, San Diego (08.2015)
  • R. Siegmund, C. Geisler, A. Egner:
    isoSTED microscopy in living cells, Optics + Photonics, Nanoimaging and Nanospectroscopy III, San Diego (08.2015)
  • A. Egner:
    Super-Resolved Fluorescence Microscopy: Principle and Applications of STED Microscopy, IMB seminar, Tromsø (10.2015)
  • A. Egner:
    Angewandte Optik – abbilden, analysieren und strukturieren mit Licht, Bier & Brezeln, Göttingen (11.2015)
  • J.-R. Schubert, C. Geisler, A. Egner:
    Low-Intensity STED Microscope With Increased Image Brightness And Uncompromised Resolution, Focus on Microscopy 2015, Göttingen (03.2015)

Publikationen

  • A. Hartmann, S. Huckemann, J. Dannemann, O. Laitenberger, C. Geisler, A. Egner, A. Munk:
    Drift Estimation in sparse sequential dynamic imaging: with application to nanoscale fluorescence microscopy arxiv.org, 1403.1389, (2014)
  • V. N. Belov, G. Y. Mitronova, M. L. Bossi, V. P. Boyarskiy, E. Hebisch, C. Geisler, K. Kolmakov, C. A. Wurm, K. I. Willig, S. W. Hell:
    Masked Rhodamine Dyes of Five Principal Colors Revealed by Photolysis of a 2-Diazo-1-Indanone Caging Group: Synthesis, Photophysics, and Light Microscopy Applications, Chem. Eur. J. 20, 13162-13173 (2014)

Konferenzbeiträge

  • A. Egner:
    Overcoming the resolution barrier by STED microscopy Symposium on Advanced Microscopy Techniques in Life Sciences, Homburg (04.2014)
  • A. Egner:
    Three‐dimensional optical nanoscopy with opposing lenses SPIE Optics and Photonics, San Diego (08.2014)
  • A. Egner:
    Three‐dimensional optical nanoscopy with opposing lenses 18th International Microscopy Congress, Prague (09.2014)
  • A. Egner:
    Optical Nanoscopy meets Statistiks: Decoding the Building Blocks of Life Eröffnungssymposium des Felix‐Bernstein Institut für Mathematische Statistik in den Biowissenschaften, Göttingen, (10.2014)

Konferenzbeiträge

  • A. Egner:“Three-dimensional optical nanoscopy with opposing lenses“Symposium on
    „Super Resolution Imaging“, Göttingen (2013)
  • C. Geisler, R. Schmidt, D. Aquino, S. W. Hell, A. Egner:
    „Developments in Fluorescence Nanoscopy“
    SPIE Optics + Photonics, San Diego (2013)
  • C. Geisler, T. Hotz, A. Schönle, S. W. Hell, A. Munk, A. Egner:
    „Drift estimation for single marker switching based imaging schemes“
    SPIE Optics + Photonics, San Diego (2013)
  • A. Egner:
    „Superresolution Microscopy“
    Fourth Annual Conference „Superresolution Microscopy“, Ljubljana (2013)
  • C. Geisler, J. Jorgačevski, M. Kreft, R. Zorec, A. Egner:
    „Two-color STED microscopy“
    Fourth Annual Conference „Superresolution Microscopy“, Ljubljana (2013)
  • A. Egner:
    „Overcoming the resolution barrier by STED microscopy“
    Visualizing the invisible in cell biology, Symposium on super-resolution microscopy, Prague (2013)

Publikationen

  • C. Geisler, T. Hotz, A. Schönle, S. W. Hell, A. Munk, A. Egner:
    „Drift estimation for single marker switching based imaging schemes“
    Opt. Express 20, 7274 (2012)
  • F. Opazo, M. Levy, M. Byrom, C. Schäfer, C. Geisler, T. W. Groemer, A. D. Ellington, S. O. Rizzoli:
    „Aptamers as potential tools for superresolution microscopy“
    Nat. Meth. 9, 938 (2012)
  • A. C. Meyer, D. Khimich, A. Egner, T. Moser:
    „Super-resolution optical microscopy of the organ of Corti.
    Investigations on the fine structure of the inner hair cell afferent synapse by the 4Pi and STED techniques.“
    HNO 60, 707 (2012)
  • G. Whelan, E. Kreidl, G. Wutz, A. Egner, J. M. Peters, G. Eichele:
    „Cohesin acetyltransferase Esco2 is a cell viability factor and is required for cohesion in pericentric heterochromatin.“
    EMBO J. 31, 71 (2012)

Konferenzbeiträge

  • A. Egner:
    Superresolution Microscopy, Jahrestagung der Deutschen Gesellschaft für experimentelle und klinische Pharmakologie.
    Dresden (03.2012)
  • J. Ihlemann, C. Geisler, R. Schmidt, D. Aquino, S. W. Hell, A. Egner:
    Developments in Fluorescence Nanoscopy. 14th International Congress of Histochemistry and Cytochemistry, Kyoto (08.2012)

Publikationen

  • D. Aquino, A. Schönle, C. Geisler, C. v. Middendorff, C. A. Wurm, Y. Okamura, T. Lang, S. W. Hell, A. Egner:
    „Two-color nanoscopy of three-dimensional volumes by 4Pi detection of stochastically switched fluorophores“.  Nature Methods, 8 (4), 353 – 359, (2011)
  • Y. Okamura, R. Schmidt, I. Raschke, M. Hintze, S. Takeoka, A. Egner, T. Lang:
    „A Few Immobilized Thrombins Are Sufficient for Platelet Spreading“
    Biophysical Journal, Volume 100, Issue 8, (2011)
  • Y. Hua, R. Sinha, C. Thiel, R. Schmidt, J. Huve, H. Martens, S. W. Hell, A. Egner, J. Klingauf:
    „A readily retrievable pool of synaptic vesicles“,  Nature Neuroscience,   doi:10.1038/nn.2838, (2011)
  • C. A. Wurm, D. Neumann, M. A. Lauterbach, B. Harke, A. Egner, S. W. Hell, S. Jakobs:
    „Nanoscale distribution of mitochondrial import receptor Tom20 is adjusted to cellular conditions and exhibits an inner-cellular gradient“
    PNAS, doi:10.1073/pnas.1107553108, (2011)
  • K. Kumar, L. Isa, A. Egner, R. Schmidt, M. Textor, E. Reimhult:
    „Formation of Nanopore-Spanning Lipid Bilayers through Liposome Fusion!“Langmuir, 27, 10920-10928, (2011)
  • C. K. Ullal, S. Primpke, R. Schmidt, U. Böhm, A. Egner, P. Vana, S. W. Hell:
    „Flexible Microdomain Specific Staining of Block Copolymers for 3D Optical Nanoscopy“
    Macromolecules, 44, 7508-7510, (2011)

Konferenzbeiträge:

  • Egner A.:
    Diffraction-unlimited 3D optical microscopy with opposing lenses, Photonics West, San Francisco, (01.2011)
  • Egner A.:
    isoSTED & 4Pi-SMS microscopy, Focus on Microscopy, Konstanz, (04.2011)
  • Egner A.:
    Optical switching and time-sequential coherent detection of markers through opposing lenses enables multicolor 3D-nanoscopy with 10-nm resolution of large intracellular volumes, European Conference on Biomedical Optics, München, (05.2011)

Publikationen

  • G. Vicidomini, R. Schmidt, A. Egner, S. W. Hell, A. Schönle:
    „Automatic deconvolution in 4Pi-microscopy with variable phase“
    Opt. Exp. 18 (8), 10154 – 10167, (2010)
  • C. A. Wurm, D. Neumann, R. Schmidt, A. Egner and S. Jakobs:
    „Sample Preparation for STED Microscopy“
    In: D.B. Papkovsky (ed.), Live Cell Imaging, Methods in Molecular Biology 591, DOI 10.1007/978-1-60761-404-3 11, © Humana Press, a part of Springer Science+Business Media,
    LLC (2010)
  • T. Frank, M. A. Rutherford, N. Strenzke, A. Neef, T. Pangrsic, D. Khimich, A. Fejtova, E. D. Gundelfinger, M. C. Liberman, B. Harke, K. E. Bryan, A. Lee, A. Egner, D. Riedel, T. Moser:
    „Bassoon and the Synaptic Ribbon Organize Ca2+ Channels and Vesicles to Add Release Sites and Promote Refilling“
    Neuron, 68, 724-738, (2010)

Publikationen

  • S. W. Hell,  R. Schmidt, A. Egner:
    „Diffraction-unlimited three-dimensional optical nanoscopy with opposing lenses“ (Nature Photonics 3, 381 – 387), (2009)
  • A. C. Meyer, T. Frank, D. Khimich, G. Hoch, D. Riedel, N. M. Chapochnikov, Y. M. Yarin, B. Harke, S. W. Hell,
    A. Egner, T. Moser:
    „Tuning of synapse number, structure and function in the cochlea“, Nature Neuroscience 12 (4), 444-453, (2009)
  • R. Schmidt, C. A. Wurm, A. Punge, A. Egner, S. Jakobs, S. W. Hell:
    „Mitochondrial Cristae Revealed with Focused Light“, Nano Lett. 9 (6), 2508-2510, (2009)
  • C. K. Ullal, R. Schmidt, S. W. Hell, A. Egner:
    „Block Copolymer Nanostructures Mapped by Far-Field Optics“, Nano Lett. 9 (6), 2497-2500 (2009)
  • G. Perinetti, T. Müller, A. Spaar, R. Polishchuk, A. Luini, A. Egner:
    „Correlation of 4Pi and Electron Microscopy to Study Transport Through Single Golgi Stacks in Living Cells with Super Resolution“, Traffic 10, 379-391, (2009)
  • R. Schmidt,  C. A. Wurm, S. Jakobs, J. Engelhardt, A. Egner, S. W. Hell:
    „Spherical nanosized focal spot unravels the interior of cells“
    Nature Meth. 5 (6), 539 – 544 (2008)
  • M. Andresen, A. C. Stiel, J. Fölling, D. Wenzel, A. Schönle, A. Egner, C. Eggeling, S. W. Hell, S. Jakobs:
    „Photoswitchable fluorescent proteins enable monochromatic multilabel imaging and dual color fluorescence nanoscopy“
    Nature Biotech. 26 (9), 1035-1040 (2008)
  • A. C. Stiel,  M. Andresen, H. Bock, M. Hilbert, J. Schilde, A. Schönle, C. Eggeling, A. Egner, S. W. Hell, S. Jakobs:
    „Generation of Monomeric Reversibly Switchable Red Fluorescent Proteins for Far-Field Fluorescence Nanoscopy“
    Biophys. J. 95, 2989-2997 (2008)
  • M. Bossi, J. Fölling, V. N. Belov, V. P. Boyarskiy, R. Medda, A. Egner, C. Eggeling, A. Schönle, S. W. Hell:
    „Multicolor Far-Field Fluorescence Nanoscopy through Isolated Detection of Distinct Molecular Species“
    Nano Letters 8 (8), 2463 – 2468 (2008)
  • C. v. Middendorff, A. Egner, C. Geisler, S. W. Hell, A. Schönle:
    „Isotropic 3D Nanoscopy based on single emitter switching“
    Opt. Expr. 16 (25), 20774-20788 (2008)
  • I. Testa, A. Schönle, C. v. Middendorff, C. Geisler, R. Medda, C. A. Wurm, A. C. Stiel, S. Jakobs, M. Bossi, C. Eggeling, S. W. Hell, A. Egner:
    „Nanoscale separation of molecular species based on their rotational mobility“
    Opt. Expr. 16 (25), 21093 – 21104 (2008)
  • J. Fölling, V. Belov, D. Riedel, A. Schönle, A. Egner, C. Eggeling, M. Bossi, S. W. Hell:
    „Fluorescence Nanoscopy with Optical Sectioning by Two-Photon Induced Molecular Switching using Continuous-Wave Lasers“
    ChemPhysChem 9, 321 – 326 (2008)
  • A. Egner,  C. Geisler, C. von Middendorff, H. Bock, D. Wenzel, R. Medda, M. Andresen, A. C. Stiel, S. Jakobs, C. Eggeling, A. Schönle, S. W. Hell:
    „Fluorescence nanoscopy in whole cells by asynchronous localization of photoswitching emitters“, Biophys. J. 93, 3285 – 3290 (2007)
  • J. Fölling,  V. Belov, R. Kunetsky, R. Medda, A. Schönle, A. Egner, C. Eggeling, M. Bossi, S. W. Hell:
    „Photochromic Rhodamines provide Nanoscopy with Optical Sectioning“
    Angew. Chem. Int. Ed. 46, 6266 – 6270 (2007)
  • H. Bock, C. Geisler, C. Wurm, S. Jakobs, A. Schönle, A. Egner, S.W. Hell, C. Eggeling:
    „Two-color far-field fluorescence nanoscopy based on photoswitching emitters“, Appl. Phys. B 88, 161-165 (2007)
  • C. Geisler,  A. Schönle, C. von Middendorf, H. Bock, C. Eggeling, A. Egner, S.W. Hell:
    „Resolution of Lambda /10 in fluorescence microscopy using fast single molecule photo-switching“, Appl. Phys. A 88, 223-226 (2007)
  • C. Eggeling, M. Hilbert, H. Bock, C. Ringemann, M. Hofmann, A. C. Stiel, M. Andresen, S. Jakobs, A. Egner, A. Schönle, S. W. Hell:
    „Reversible Photoswitching Enables Single-Molecule Fluorescence Fluctuation Spectroscopy at High Molecular Concentration“
    Micr. Res. Techn. 70, 1003 – 1009 (2007)
  • A. Egner,  C. Geisler, C. von Middendorff, H. Bock, D. Wenzel, R. Medda, M. Andresen, A. C. Stiel, S. Jakobs, C. Eggeling, A. Schönle, S. W. Hell:
    „Fluorescence nanoscopy in whole cells by asynchronous localization of photoswitching emitters“, Biophys. J. 93, 3285 – 3290 (2007)
  • J. Fölling,  V. Belov, R. Kunetsky, R. Medda, A. Schönle, A. Egner, C. Eggeling, M. Bossi, S. W. Hell:
    „Photochromic Rhodamines provide Nanoscopy with Optical Sectioning“
    Angew. Chem. Int. Ed. 46, 6266 – 6270 (2007)
  • H. Bock, C. Geisler, C. Wurm, S. Jakobs, A. Schönle, A. Egner, S.W. Hell, C. Eggeling:
    „Two-color far-field fluorescence nanoscopy based on photoswitching emitters“, Appl. Phys. B 88, 161-165 (2007)
  • C. Geisler,  A. Schönle, C. von Middendorf, H. Bock, C. Eggeling, A. Egner, S.W. Hell:
    „Resolution of Lambda /10 in fluorescence microscopy using fast single molecule photo-switching“, Appl. Phys. A 88, 223-226 (2007)
  • C. Eggeling, M. Hilbert, H. Bock, C. Ringemann, M. Hofmann, A. C. Stiel, M. Andresen, S. Jakobs, A. Egner, A. Schönle, S. W. Hell:
    „Reversible Photoswitching Enables Single-Molecule Fluorescence Fluctuation Spectroscopy at High Molecular Concentration“
    Micr. Res. Techn. 70, 1003 – 1009 (2007)
  • A. Egner,  S. W. Hell:
    „Fluorescence microscopy with super-resolved optical sections“
    Trends Cell Biol. 15 (4): 207 – 215 (2005)
  • A. Egner, S. Verrier, A. Goroshkov, H.-D. Söling and S. W. Hell:
    „4Pi-microscopy of the Golgi apparatus in live mammalian cells“
    J. Struct. Biol. 147(1): 70-76 (2004)
  • S. Jakobs, N. Martini, A. C. Schauss, A. Egner, B. Westermann, S. W. Hell:
    „Spatial and temporal dynamics of budding yeast mitochondria lacking division component Fis1p“
    J. Cell Sci. 116: 2005-2014 (2003)
  • A. Egner, S. Jakobs and S. W. Hell:
    „Fast 100-nm resolution 3D-microscope reveals structural plasticity of mitochondria in live yeast“
    Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99: 3370-3375 (2002)
  • A. Egner, V. Andresen, S. W. Hell:
    „Comparison of the axial resolution of practical Nipkow-disk confocal fluorescence microscopy with that of multifocal multiphoton microscopy: theory and experiment“
    J. Microsc. 206: 24-32 (2003)
  • V. Andresen, A. Egner, S. W. Hell:
    „Time-multiplexed multifocal multiphoton microscope“
    Opt. Lett. 26(2): 75-77 (2003)
  • A. Egner and S. W. Hell:
    „Time multiplexing and parallelization in multifocal multiphoton microscopy“
    J. Opt. Soc. Am. A 17(7): 1192-1201 (2003)
  • T. Klar, S. Jakobs, M. Dyba, A. Egner, S. W. Hell:
    „Fluorescence microscopy with diffraction resolution limit broken by stimulated emission“
    PNAS 97(15): 8206-8210 (2000)
  • A. Egner, S. W. Hell:
    „Equivalence of the Huygens-Fresnel and Debye approach for the calculation of high aperture point-spread-functions in the presence of refractive index mismatch“
    J. Microsc. 193(3): 244-249 (1999)
  • A. Egner, M. Schrader, S. W. Hell:
    „Refractive index mismatch induced intensity and phase variations in fluorescence confocal, multiphoton and 4Pi-microscopy“
    Opt. Commun. 153: 211-217 (1998)